FluidFM (Fluidic Force Microscopy)

Localisation

LAAS-CNRS

Contact

Cécile Formosa-Dague – formosa@insa-toulouse.fr

Evénement

Une journée de présentation du nouvel outil FluidFM est organisée le 4 décembre 2020 au LAAS-CNRS. Plus d’information et inscription sur ce lien. 

Description de l’équipement FluidFM

La technologie FluidFM combine la microscopie à force atomique (AFM) avec des leviers AFM microfluidiques1. Dans ce système, un canal de taille microscopique est directement intégré dans un levier AFM et relié à un système de contrôle de la pression (gamme de pression de -800 à 1000 mbar), créant ainsi un conduit fluidique continu et fermé qui peut être rempli avec une solution, tandis que l’outil peut être immergé dans un environnement liquide. Une ouverture de taille allant de 300 nm à 8 µm à l’extrémité du levier AFM permet de distribuer des liquides localement. La mesure de force est ensuite assurée par un système de détection laser AFM standard qui mesure la déflexion du levier et donc la force appliquée à l’échantillon1.

Figure 1. Schéma de principe de la technologie FluidFM. Reproduit de 1.

Cette technologie a de nombreuses applications tant dans les sciences de la vie que dans les sciences des matériaux. Voici quelques exemples de ces applications.

 

Sciences des matériaux

  • Fabrication d’hydrogels : distribution locale de molécules grâce au levier microfluidique sur des surfaces pour produire des hydrogels microstructurés destinés à des applications de modification de surfaces biomédicales ou encore d’ingénierie tissulaire2.
  • Lithographie en phase liquide : patterning de nanoparticules sur des surfaces grâce au levier microfluidique sur des surfaces. Méthode générique pour le dépôt de nanoparticules solubles dans un liquide3.
  • Impression 3D : levier microfluidique utilisé comme source locale d’ions métalliques dans un liquide. Procédé d’impression 3D des métaux voxel-par-voxel. Fabrication d’ensembles de piliers, de structures creuses, d’hélices… 4.

 

Sciences de la vie

  • Manipulation de cellules vivantes isolées : capturées à l’ouverture du levier microfluidique par aspiration et libérées par surpression à un autre endroit5. Applications pour le patterning et l’isolation de cellules vivantes. Peut être réalisé avec différentes tailles de cellules, des bactéries6 aux cellules de levure et de mammifères7.
  • Quantification des forces d’adhésion : capture de cellules à l’ouverture du levier microfluidique et mesure des interactions avec différentes interfaces dans des expériences de spectroscopie de force. Applications pour la compréhension des mécanismes d’adhésion de cellules vivantes à différentes surfaces ou à d’autres cellules8,9.
  • Distribution locale de liquide : dépôt local de molécules spécifiques à proximité de cellules. Par exemple, dépôt d’un neurotransmetteur à proximité de neurones de rats et enregistrement des impulsions de simulation induites par le neurotransmetteur10. Ou dépôt de virus sur des cellules de mammifères pour comprendre l’entrée du virus dans les cellules et l’infection11.
  • Nano-injection et extraction contrôlées par la force : injection de volumes contrôlés de fluides directement à l’intérieur de cellules pour des applications de la transfection cellulaire12 par exemple. Ou extraction de fluides directement à partir de cellules pour analyser les métabolites internes des cellules dans des conditions spécifiques13.
  • Patch-clamp : le levier fluidique peut être utilisé comme une micropipette pour patch-clamper des cellules vivantes et mesurer leurs propriétés électrophysiologiques14.
  • Microscopie nanopore : le levier microfluidique est utilisé comme un nanopore pour détecter les molécules sécrétées et l’activité de canaux ioniques à des endroits arbitraires à l’intérieur et à l’extérieur de cellules15.

 

 

Pour en savoir plus

 

Références bibliographiques
  1. Meister, A. et al. FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond. Nano Lett. 9, 2501–2507 (2009).
  2. Helfricht, N. et al. Writing with Fluid: Structuring Hydrogels with Micrometer Precision by AFM in Combination with Nanofluidics. Small 13, 1700962 (2017).
  3. Grüter, R. R., Vörös, J. & Zambelli, T. FluidFM as a lithography tool in liquid: spatially controlled deposition of fluorescent nanoparticles. Nanoscale 5, 1097–1104 (2013).
  4. Hirt, L. et al. Template-Free 3D Microprinting of Metals Using a Force-Controlled Nanopipette for Layer-by-Layer Electrodeposition. Advanced Materials 28, 2311–2315 (2016).
  5. Guillaume-Gentil, O. et al. Force-controlled manipulation of single cells: from AFM to FluidFM. Trends in Biotechnology 32, 381–388 (2014).
  6. Stiefel, P., Zambelli, T. & Vorholt, J. A. Isolation of optically targeted single bacteria by application of fluidic force microscopy to aerobic anoxygenic phototrophs from the phyllosphere. Appl. Environ. Microbiol. 79, 4895–4905 (2013).
  7. Dörig, P. et al. Force-controlled spatial manipulation of viable mammalian cells and micro-organisms by means of FluidFM technology. Appl. Phys. Lett. 97, 023701 (2010).
  8. Potthoff, E. et al. Rapid and serial quantification of adhesion forces of yeast and Mammalian cells. PLoS ONE 7, e52712 (2012).
  9. Potthoff, E., Ossola, D., Zambelli, T. & Vorholt, J. A. Bacterial adhesion force quantification by fluidic force microscopy. Nanoscale 7, 4070–4079 (2015).
  10. Aebersold, M. J. et al. Local Chemical Stimulation of Neurons with the Fluidic Force Microscope (FluidFM). ChemPhysChem 19, 1234–1244 (2018).
  11. Stiefel, P. et al. Cooperative vaccinia infection demonstrated at the single-cell level using FluidFM. Nano Lett. 12, 4219–4227 (2012).
  12. Guillaume‐Gentil, O. et al. Force-Controlled Fluidic Injection into Single Cell Nuclei. Small 9, 1904–1907 (2013).
  13. Guillaume-Gentil, O. et al. Tunable Single-Cell Extraction for Molecular Analyses. Cell 166, 506–516 (2016).
  14. Ossola, D. et al. Force-controlled patch clamp of beating cardiac cells. Nano Lett. 15, 1743–1750 (2015).
  15. Aramesh, M. et al. Localized detection of ions and biomolecules with a force-controlled scanning nanopore microscope. Nat. Nanotechnol. 14, 791–798 (2019).
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